数十年前就知道，哺乳动物DNA胞嘧啶碱基有两种修饰：5-甲基胞嘧啶和5-羟甲基胞嘧啶。这些年来，5 mC得到广泛的研究，作为一种重要的表遗传修饰，参与基因表达调控、X-染色体失活、
基因组印记、转座子的长期沉默和癌症的发生，被称为基因组第五碱基；而5羟甲基胞嘧啶的存在，由于技术的限制，一直未能得到确认，近年来应用高精确的质谱分析，情况才得以改观；同时还发现5羟甲基胞嘧啶的形成与恶性血液肿瘤相关，促进了这方面的研究，很快就其生物合成、功能、肿瘤临床应用研究和检测技术等取得一系列重大进展，现作简要评述。
近年来的一系列研究表明，TET（10-11易位 Ten-Eleven-Translocation)家族的氧合酶催化5mC向5hmC转换，其生物学过程参见图1。作为DNA组成的胞嘧啶，是在复制时由游 胞嘧啶 5-甲基胞嘧啶
5-羟甲基胞嘧啶 （Cytosine C） (5-methylcytosine 5mC) (hydroxymethylcytosine 5hmC) 图1 哺乳动物DNA胞嘧啶及其修饰的生物学过程（图未能正确复制） 离胞嘧啶掺入，复制后通过DNA甲基转移酶(DNA methyltransferases DNMT) 类的作用，利用腺苷甲硫氨酸(S-adenosyl methionine SAM)作为
甲基供体，在胞嘧啶碱基5位上添加甲基，从而形成5甲基胞嘧啶。进而在TET家族蛋白作用下，利用分子氧转移羟基至5甲基胞嘧啶，形成5羟甲基胞嘧啶[1,4]。 由5甲基胞嘧啶合成5羟甲基胞嘧啶的关键分子是TET家族蛋白。在急性髓系白血病TET1基因是MLL基因易位的融合伙伴，它们分别定位于染色体10q24和11q23。TET蛋白是一种2-酮戊二酸（2 - oxoglutarate 2OG ） 和Fe（II）依赖性酶，研究证明它能在培养细胞和体外催化5甲基胞嘧啶转换成5 羟甲基胞嘧啶。
5-羟甲基胞嘧啶存在于小鼠胚胎干细胞基因组，用RNA干扰介导耗尽TET1后，5羟甲基胞嘧啶的水平下降；并认为，通过TET蛋白将5甲基胞嘧啶修饰成5羟甲基胞嘧啶后，应具有潜在的表遗传调控作用[1，4]。
哺乳动物基因组胞嘧啶甲基化标志非随机分布的，可能与其功能相关。例如5甲基胞嘧啶参与基因表达调节，多位于基因调控区如启动子等序列中的CpG二核苷酸中；而大部分5甲基胞嘧啶则位于转座子，后者因组中的重复序列，可损害基因组的功能和稳定性，当各种类型的转座子被密集甲基化后，其活性在所有类型细胞中被沉默[1]。由于5mC与5hmC高度相似，目前广泛应用的、基于亚硫酸氢盐的技术不能区分这两种修饰，因此迫切需要开发特异性的、检测5hmC的基因组技术，目前已取得一些进展，正在积累对hmC基因组分布的新资料[5]。 1972年首先在成年鼠和蛙类的大脑报告了5羟甲基胞嘧啶的存在，约占提取DNA中总胞嘧啶的~15%，后因未能被重复，此后30多年间一直未受到应有的关注。2009年新技术的应用，才开始积累了关于5羟甲基胞嘧啶在各种组织中分布的、有价值的资料[1]。如有作者应用HPLC-MS和免疫组织化学的显示，hmC是存在于所有组织和细胞类型，在中枢神经系统的神经细胞中有最高的浓度[5]。
最近应用新研制的5-hmC免疫学技术，确定5-hmC在人体组织中丰度，并比较在正常与癌性大肠癌组织间的5-hmC状态。观察到不同组织间的5-hmC含量有显著差异。检测到5-hmC占总核苷酸比率高的是在脑、肝,肾和结肠癌组织(0.40-0.65%)，相对较低的是肺(0.18%)和极低的心脏、乳腺及胎盘(0.05-0.06%)。与正常大肠组织(0.46 - -0.57%)相比，大肠癌组织的5-hmC丰度显著降低(0.02-0.06%)。上述结果首次显示, 在人体组织中5-hmC分布是组织依赖性的，其丰度在疾病状态如
大肠癌可被改变[6]。 另一组作者应用免疫组织化学检测方法，研究5hmC在一大组鼠和人体组织中的分布，发现大部分胚胎干细胞和成体组织富含5hmC；在多层次、有序的组织中，5hmC的水平密切关系到细胞的分化状态。最高水平的5hmC在终末分化细胞中观察到，而在较少分化的组织干细胞/祖细胞部分有很低5hmC水平；而且与正常组织比较，在多种癌组织5hmC水平显著下降。结果显示，5hmC在组织分化中发挥重要作用，并在癌症中5hmC大量丢失[7]。
参考资料 1．Dahl C. Grønbæk K. Guldberg P. Advances in DNA methylation: 5-hydroxymethylcytosine revisited. Clinica chimica acta.2011；412（11-12）：831-836. 2．Münzel M. Globisch D. Carell T. 5-Hydroxymethylcytosine, the Sixth Base of the Genome. Angew Chem Int Ed Engl. 2011; 50(29) :6460-6468. 3．Tahiliani M, Koh KP, Shen Y, Conversion of 5-methylcytosine to 5-hydroxymethylcytosine in mammalian DNA by MLL partner TET1. Science. 2009; 324(5929): 930-935. 4．Kim YH. Pierscianek D. Mittelbronn M. et al. TET2 promoter methylation in low-grade diffuse gliomas lacking IDH1/2 mutations. Journal of clinical pathology.2011; 64(10): 850-852. 5．Globisch D. Münzel M. Müller M. et al. Tissue distribution of 5-hydroxymethylcytosine and search for active demethylation intermediates. PloS one. 2010; 5(12): e15367 6．Ndlovu MN. Denis H. Fuks F. Exposing the DNA methylome iceberg.Trends Biochem Sci. 资2011; 36(7): 381-387. 7. Haffner MC. Chaux A. Meeker AK. et al. Global 5-hydroxymethylcytosine content is significantly reduced in tissue stem/progenitor cell compartments and in human cancers. Oncotarget.2011; 2(8): 627-637.